回顾在我们最近的网络研讨会上，由全球科学传播主管—Rajendra Kumari 博士解答的关于临床前模型和评估CAR-T细胞疗法的稀有细胞分析技术的关键问题。
鉴定CAR-T细胞疗法靶点的一般方法是识别在靶向癌细胞中特异性表达的蛋白/抗原，比如 CD19和ROR1.例如，ROR1在慢性淋巴细胞性白血病细胞上表达，但在正常的成人细胞中不表达（除了造血干细胞）。
我们在通过表达谱筛选此类蛋白方面已经做了详尽的搜索。最近的研究集中在蛋白质构象变化上，即使这类蛋白的表达不是癌症特异性的。这两种方法都可以使用大规模筛选的方法来找出潜在靶点，或者使用计算法基于基因组数据识别出潜在靶点。
所以，是的，我们也可以采用计算法，但是用这种方法找到新靶点的概率比较小。我们也可以与客户合作，通过计算法和试验来验证他们的潜在靶点，特别是在小鼠肿瘤模型上。
可以用T细胞杀伤实验或者或趋化因子/细胞因子释放试验来评估CAT-R的功效。
在体内研究中，注入的CAR-T数量取决于靶点，表达水平，CAR的亲和力/效力以及持久性，这些都可以预先评估（比如体外试验，耐受性试验，PK试验）。
你可以用荧光素酶或荧光蛋白(如GFP等)标记，实时跟踪CAR-T的持久性。
跟CAR-T类似，可以选择那些表达相关靶点的模型。
你可以使用新鲜的CAR-Ts或者冷冻的CAR-Ts，两者都可以。相较而言，使用冷冻的CAR-Ts更方便一些，而使用新鲜的CAR-Ts需要做更多的额外协调工作。体外分析方面也需要协调。模型的数量在很大程度上取决于CAR-T的产量，可用的数量和研究地点，同时模型数量也会受到特定抗原，癌症类型以及可用模型宽度的影响。
为了给移植细胞扩出更多空间，在注射CAR-T之前，小鼠需要用环磷酰胺处理清除淋巴或者进行低剂量辐照。
可以在体外评估PD-1、TIGIT、TIM-3等衰竭标志物，也可以检测细胞因子/趋化因子的生成和细胞毒性。
免疫原性反应随抗原和细胞系的不同而不同。我们通过观察小鼠的标准生长动力学和临床体征来检测免疫原性反应。大多数情况下表达水平很低所以没有影响。在某些时候，会出现肿瘤生长速度会变慢或者小鼠体重减轻的情况。此外，我们已经对荧光素酶标记的同基因细胞系进行了大量的研究，很少发现有出现免疫原性反应。高水平细胞表面表达也许能增强免疫原性反应。
是的，我们与Hubrecht Organoid Technology (HUB)合作开发CAR-T 评估的类器官模型，使用他们的实验设计（来源于Clevers实验室）。这些模型包括来自HUB的病人来源的类器官模型(PDO)，以及来自我们PDX收集的PDX来源的类器官模型(PDXO)。
PDX模型广泛应用于CAR-T研究，但是通量有限。类器官平台将支持更多的模型，具有多种多样的抗原表达水平，异质性以及不同的癌症类型，能在更高通量的384孔板上大大缩小CAR-Ts的使用量。
有报道称，类器官模型被用于观察CAR-T和NK治疗的结直肠癌的反应（比如靶向EPCAM）。我们目前正在探索其与免疫细胞共培养的方法，但是需要优化新的技术和试验条件来测试CAR-Ts。我们可以提供的第一个平台是PDXO的筛选，包括提供各种各样的癌症类型的收集以及相匹配的体内模型。
与体内模型相比，类器官模型的优势在于可以培养出正常的人体组织，从而可以对正常的人体组织进行毒性测试，这在异种移植系统或者同基因移植系统中是不可能实现的。
是的，可以利用此项技术分析不同的表型比如CD4+和CD8+。这项技术对于像中央记忆细胞这样的细胞来说更具有潜在优势，与更好疗效相关的效应表型相比具有更好的持久性。
是的，这项技术已经被用于检测PDX模型中的CTC，实际上这是最初的目的。这个平台后来被扩展用于临床前和临床检测CAR-T，通过关联药效与外显率来研究其响应/复发机制。